Kapitel 5: Enzymbiochemie

Enzymkatalysierte Reaktionen laufen under milden chemischen Bedingungen ab (Druck, Temperatur, pH-Wert). Enzyme können meist in ihrer Aktivität geregelt werden. Ein weiterer Unterschied besteht darin, dass enzymkatalysierte Reaktionen stereoselektiv sind; dies ist bei chemischen Katalysatoren nicht der Fall.
 

Sowohl auf die Gleichgewichtslage als auch auf die Reaktionsenthalpie hat ein Katalysator bzw. Enzym keinen Einfluss. Es erfolgt „lediglich“ eine z.T. beträchtliche Beschleunigung sowohl der Hin- als auch der Rückreaktion und damit das Erreichen des Gleichgewichtszustandes.
 

Isoenzyme sind Enzyme, welche die gleiche Reaktion katalysieren, aber eine unterschiedliche Struktur haben. Sie unterscheiden sich in ihren katalytischen Eigenschaften (Substrataffinität, pH-Optima, Temperaturoptima, Regulation) mehr oder weniger stark. Der Nutzen für eine Zelle bzw. Organismus liegt darin, Isoenzyme an verschiedenen Stellen exprimieren zu können, an denen jeweils unterschiedliche Eigenschaften erforderlich sind.
 

Die Reaktionsordnung entspricht der Summe der Exponenten der Substrate in einer Reaktion. Für eine Reaktion mit dem Geschwindigkeitsgesetz v = k [S1]n [S2]m beträgt die Reaktionsordnung m + n. Reaktionsordnungen lassen sich nicht vorhersagen und müssen daher immer experimentell bestimmt werden. Die Reaktionsordnung beschreibt, wie sich eine Substratkonzentration auf die Reaktionsgeschwindigkeit auswirkt
 

Die Messung der Enzymaktivität dient dem Nachweis bzw. der Mengenangabe eines Enzyms in einer Probe. Hierdurch kann z.B. bei der Reinigung eines Enzyms die Anwesenheit in den unterschiedlichen Präparationsschritten verfolgt werden. Da Enzyme sehr spezifisch sind, kann anhand einer vorliegenden Aktivität auf das Vorhandensein des Enzyms geschlossen werden. Dies ist besonders in der medizinischen Diagnostik von großem Nutzen. Viele Organe besitzen charakteristische Enzyme. Bei einer vorliegenden Organschädigung gelangen diese ins Blut und können dort entsprechend nachgewiesen werden. Auch der Nachweis bestimmter Substanzen durch Enzyme ist möglich. Bei diesen Tests wird das Enzym zu der Probe gegeben; das Substrat wird spezifisch umgesetzt und das Produkt kann dann entweder direkt (sofern es sich durch z.B. spektroskopische Eigenschaften unterscheidet) oder indirekt (z.B. durch chemische Reaktion mit einem Farbstoff oder immunologisch) nachgewiesen werden.

Die Messung der Enzymaktivität erfolgt über die Messung der Abnahme des Substrats oder die Zunahme eines Produkts. Dies wird meist photometrisch bestimmt. Kann eine Substanz nicht direkt gemessen werden, kann eine weitere Reaktion, die auch enzymatisch sein kann, mit dieser gekoppelt werden. Die Angabe der Enzymaktivitäten erfolgt in Katal (SI-Einheit) (mol s–1) oder in Units (µmol min–1).
 

Der Übergangszustand (aktivierter Komplex) ist ein sehr kurzlebiger, energiereicher Zustand, den die Moleküle bei einer Reaktion durchlaufen müssen. An diesem Punkt sind neue Bindungen noch nicht vollständig ausgebildet, alte Bindungen noch nicht vollständig gelöst (vergleichbar dem Umklappen eines Regenschirms). Um den Übergangszustand zu erreichen, muss eine Energiebarriere überwunden werden; die hierzu benötigte Energie heißt Aktivierungsenergie. Der Übergangszustand steht mit den Molekülen im Grundzustand im Gleichgewicht. Die Bildung des Übergangszustandes ist der geschwindigkeitsbestimmende Schritt einer Reaktion.
 

Die Arrhenius-Gleichung beschreibt die Temperaturabhängigkeit der Geschwindigkeitskonstante (Gleichung 5.4). In dieser Beziehung ist die Reaktionsgeschwindigkeitskonstante mit der Temperatur und der Aktivierungsenergie logarithmisch verknüpft. Mit Hilfe der Arrhenius-Gleichung können die Arrhenius-Parameter (Aktivierungsenergie EA und die Konstante A) aus experimentellen Daten berechnet werden. Der Logarithmus von k ist dem Kehrwert der Temperatur direkt proportinal. Durch Auftragung von ln k gegen 1/T (sog. Arrhenius-Plot) kann aus der Steigung der Geraden die Aktivierungsenergie bestimmt werden. Der Schnittpunkt der Kurve mit der y-Achse entspricht ln A.
 

Die RGT-Regel (Reaktionsgeschwindigkeits-Temperatur-Regel) oder auch van´t Hoff-Regel ist eine Faustregel. Sie besagt, dass sich die Geschwindigkeit einer chemischen Reaktion bei einer Temperaturerhöhung um 10°C verdoppelt bis verdreifacht. Da enzymkatalysierte Umsetzungen ebenfalls chemische Reaktionen sind, gilt die RGT-Regel auch für enzymkatalysierte Reaktionen. Dies gilt natürlich nur in dem Temperaturbereich, in dem das Enzym nicht durch Temperaturerhöhung denaturiert wird.
 

Nein, eine Einstellung des physikalischen Gleichgewichtszustandes der chemischen Reaktionen einer Zelle würde deren Tod bedeuten. Es erfolgt die Einstellung eines Fließgleichgewichts (steady-state). In diesem Zustand ändern sich die Konzentrationen der Substrate und Produkte einer Reaktion mit der Zeit nicht. Die vorliegenden Konzentrationen entsprechen aber nicht dem physikalischen Gleichgewichtszustand. Der Fließgleichgewichtszustand wird dadurch aufrechterhalten, dass sowohl Substrate als auch Produkte ständig neu gebildet bzw. abgebaut werden.
 

Enzmye beschleunigen Reaktionen dadurch, dass sie die Aktivierungsenergie der jeweiligen Reaktionen deutlich herabsetzen. Dies geschieht durch eine Stabilisierung des Übergangszustandes. Hierdurch wird erreicht, dass die Umgebungstemperatur für die Reaktionsaktivierung ausreichend ist. Zudem werden in bzw. an den Enzymen die Substrate optimal zueinander ausgerichtet und somit die Wahrscheinlichkeit des Reaktionsablaufes beträchtlich gesteigert. Durch Ausschluss von z.B. Wasser im aktiven Zentrum werden Nebenreaktionen vermieden.
 

Die komplementäre Bindungstasche eines Enzyms bildet sich mit der Bindung des Substrats aus (induced fit). Das Enzym ist in diesem Bereich flexibel und „begleitet“ die Substrate bei der Umsetzung. Bei einem Antikörper ist die komplementäre Bindungstasche für eine Substanz bereits vor dessen Bindung ausgeprägt. Zudem ist der Antikörper in diesem Bereich nicht flexibel genug, um die Substrate bei deren Umsetzungen zu „begleiten“. Die Bindung kann hier am besten mit dem „Schlüssel-Schloss-Modell“ beschrieben werden, welches zunächst für die Erkennung von Substraten durch die entsprechenden Enzyme vorgeschlagen wurde.
 

Enzymaktivitäten sind abhängig von den herrschenden Reaktionsbedingungen. Dies sind Temperatur, pH-Wert, Substratkonzentration und Ionenstärke. Aktivitätsoptima sind das Resultat aus diesen Bedingungen. Beispielsweise bewirkt eine Temperaturerhöhung eine Beschleunigung der Reaktion, ab einem bestimmten Punkt beginnt aber die thermische Denaturierung des Enzyms. Unterschiedliche pH-Werte sowie Ionenstärken können ab bestimmten Punkten ebenfalls eine Inaktivierung bzw. Denaturierung des Enzyms verursachen. Bei der pH-Abhängigkeit ist oft auch der Protonierungsgrad bestimmter, für die Reaktion essentieller Aminosäurereste maßgeblich.
 

Bei der Ableitung der Michaelis-Menten-Gleichung werden folgende Annahmen gemacht:

a) Die Reaktion ist exergon,

b) Es ist ein Substratüberschuss vorhanden.

c) Die Rückreaktion ist vernachlässigbar.

d) Keine allosterischen oder kooperativen Prozesse sind beteiligt.

e) Die Reaktion befindet sich im Fließgleichgewicht (steady state) die Konzentration von [ES] ändert sich nicht.

f) Die Reaktionsgeschwindigkeit ist proportional zu [ES]. KM ist die Michaelis-Konstante und entspricht der Substratkonzentration bei halbmaximaler Umsatzgeschwindigkeit. vmax ist die maximale Reaktionsgschwindigkeit, kkat ist die Wechselzahl und gibt die Zahl der Umsetzungen pro Zeiteinheit an.
 

Beim Auftragen der Reaktionsgeschwindigkeit gegen die Substratkonzentration resultiert gemäß der Michaelis-Menten-Gleichung ein hyperboler Kurvenverlauf. Der Wert für die Asymptote (vmax) lässt sich nur ungenau entnehmen. Abweichungen vom idealen Verlauf, z.B. aufgrund allosterischer Effekte oder Bindung eines weiteren Substratmoleküls sind nur schwer zu erkennen. Bekannte Linearisierungsverfahren sind die Auftragungen nach Lineweaver-Burk, Eadie-Hofstee oder Hanes. Ein Nachteil der am häufigsten verwendeten Darstellung (nach Lineweaver-Burk) besteht darin, dass bereits kleine Fehler bei niedrigen Substratkonzentrationen den Kurvenverlauf beträchtlich beeinflussen können.
 

Enzyme können durch Zerstörung ihrer Tertiär- bzw- Quartärstruktur inaktiviert werden. Dieser Vorgang ist meist irreversibel und kann z.B. durch hohe Temperatur (thermische Inaktivierung), extreme pH-Werte, Zugabe von Detergentien (z.B. SDS) oder denaturierender Stoffe (z.B. hohe Konzentrationen von Harnstoff) erreicht werden. Solche unspezifischen Methoden werden häufig verwendet um enzymatische Reaktionen zu stoppen. Eine andere „Strategie“ ist die Zugabe eines spezifischen Inhibitors. Enzyme, welche für die Funktion einen Cofaktor benötigen, können durch dessen Entfernung inaktiviert werden (z.B. Abfangen der für die Katalyse essentieller Zn-Ionen durch Chelatbildner). Enzyme, welche eine freie SH-Gruppe für die Funktion benötigen, können durch Schwermetallionen (z.B. Pb- oder Hg-Ionen), die mit diesen Gruppen reagieren, inaktiviert werden.
 

Irreversible Hemmung. Erfolgt durch kovalente Modifikation essentieller Aminosäurereste oder durch Zerstörung der Enzymstruktur (vgl. Frage. 15).

Kompetitive Hemmung. Bei der kompetitiven Hemmung bindet der Inhibitor mit hoher Affinität an Stelle des Substrats im aktiven Zentrum. Die Bindung ist reversibel und kann durch hohe Substratkonzentrationen überspielt werden.

Unkompetitive Hemmung. Bei der unkompetitiven Hemmung bindet der Inhibitor an den Michaelis-Komplex (Enzym-Substrat-Komplex [ES]).

Nicht-kompetitive Hemmung. Bei diesem Hemmtyp bindet der Inhibitor sowohl an das freie Enzym als auch an den [ES]-Komplex.

Zur Erkennung der vorliegenden Enzym-Hemmung werden Messungen (Kinetiken) mit unterschiedlichen Substrat- und Inhibitor-Konzentrationen durchgeführt. Durch Auftragung der gewonnenen Daten in einem entsprechenden Diagramm (z.B. Lineweaver-Burk) kann anhand der Änderung des Kurvenverlaufs in Anwesenheit des Inhibitors auf den vorliegenden Hemmtyp geschlossen werden.
 

Durch die vorliegende Enzymmenge (Regulation durch Induktion bzw. Repression entsprechender Gene).

Durch kovalente, im Stoffwechsel meist reversible Modifikationen, z.B. Phosphorylierung (z.B. viele Kinasen), Methylierung, Adenylierung, Uridylierung, ADP-Ribosylierung, Acetylierung.

Durch Aktivierung inaktiver Vorstufen (Zymogene) (z.B. Trypsin, Chymotrypsin, Faktoren in der Blutgerinnungskaskade).

Durch allosterische Effekte bei der Bindung von Modulatoren. Diese können entweder fördernd oder hemmend wirken. Die Bindung des Modulators erfolgt im sogenannten allosterischen Zentrum und bewirkt eine Konformationsänderung des Enzyms. Bsp: Bindung von 2,3-Diphosphoglycerat an Hämoglobin. Dies führt zu einer verminderten Affinität zu O2.

Durch kooperative Substratbindung. Nach der Bindung des ersten Substrats werden weitere Substrate mit höherer (niedriger) Affinität gebunden: Positive (negative) Kooperativität. Bsp.: Bindung von O2 an Hämoglobin (positive Kooperativiät). Obwohl Hämoglobin kein Enzym ist, zeigt es sehr ausgeprägte allosterische und kooperative Eigenschaften, welche intensiv untersucht wurden. Hämoglobin wurde daher schon als „Enzym honoris causa (ehrenhalber)“ bezeichnet.

Kooperativität: Viele Proteine besitzen prinzipiell gleichartige Bindungsstellen für bestimmte Liganden. Bei einer kooperativen Bindung werden diese aber nicht unabhängig voneinander besetzt. Vielmehr beeinflussen bereits gebundene Liganden die Bindung weiterer Moleküle. Werden weitere Moleküle bevorzugt gebunden, handelt es sich um positive Kooperativität, bei einer erschwerten Bindung um negative Kooperativität. Modelle der kooperativen Bindungen:

1. Das Symmetrie-Modell. Hier können die Protomere in einer für das Substrat hochaffinen (R-Form) oder in einer weniger affinen Form (T-Form) vorliegen. Die molekulare Symmetrie des gesammten Enzym-Komplexes bleibt auch bei der Substrat-Bindung erhalten, d.h. nach der Bindung des ersten Substrats erfolgt ein gleichzeitiger Übergang aller Untereinheiten von der T- in die R-Form.

2. Das sequentielle Modell. Bei diesem Modell können die Untereinheiten ebenfalls in der T- oder R-Form vorliegen. Nach Bindung eines Substrates an die niederaffine (T) Form geht dieses in die höher affine (R)-Form über und beeinflusst hierdurch benachbarte Untereinheiten, ebenfalls die höher affine R-Form einzunehmen. Nach diesem Modell können in einem Enzym-Komplex Untereinheiten sowohl in der R- als auch in der T-Form vorliegen.

Nutzen der kooperativen Bindung: Der Arbeitsbereich kooperativer Enzyme liegt unter physiologischen Bedingungen meist im Anstieg der Kurve im v-[S]-Diagramm. Hierdurch ist eine besonders sensible Reaktion auf kleine Schwankungen der Substratkonzentration möglich.
 

Bei einer Feedforward-Stimulierung werden nachfolgende Enzyme eines Stoffwechselweges durch vorliegende Zwischenprodukte stimuliert. Die Rückkopplungshemmung (Feedback-Hemmung) ist ein gegenteiliger Mechanismus. Hier wird ein Enzym am Anfang einer Stoffwechselweges durch das Endprodukt dieses Stoffwechselweges inhibiert. Diese Mechanismen ermöglichen eine Regulation des Stoffdurchsatzes innerhalb eines Stoffwechselweges.
 

Als katalytische Triade wird die geometrische Anordnung dreier Aminosäuren im aktiven Zentrum bestimmter Proteasen bezeichnet. Bei Serin-Proteasen bilden die Aminosäurereste Asp-His-Ser das aktive Zentrum. Bei den Cystein-Proteasen befindet sich ein Cystein anstelle des Serins. Die Aminosäuren liegen in der Polypeptid-Kette an verschiedenen Stellen; erst durch Ausbildung der Tertiärstruktur gelangen die Reste in räumliche Nähe zueinander. Die Funktion der katalytischen Triade liegt in der Erhöhung der Nucleophilie der OH-(SH-)-Gruppe des Serins (Cysteins). Hierdurch wird ein nucleophiler Angriff auf die zu spaltende Peptibindung ermöglicht. Manche Proteasen besitzen nur zwei funktionelle Aminosäurereste im aktiven Zentrum. Entsprechend wird dies als katalytische Dyade bezeichnet (meist Lys-Ser oder His-Ser). Diese Strukturen kommen besonders bei Signal-Peptidasen (Enzyme, welche Signal-Peptide abspalten) vor.
 

Säure-Base-Katalyse. Bei diesem Mechanismus werden durch das Enzym gezielt Protonen auf das Substrat übertragen bzw. von diesem abgezogen.

Metall-Ionen-Katalyse. Die Anwesenheit eines Metall-Ions dient der Polarisierung bzw. Stabilisierung von Bindungen. Bei einigen Redoxreaktionen dienen Metall-Ionen als Elektronenüberträger; hierbei ändert sich deren Oxidationszustand.

Kovalente Katalyse. Bei der kovalenten Katalyse wird vorübergehend eine kovalente Bindung zwischen dem Enzym und dem Substrat geknüpft.
 

An der Katalyse sind zwei Aminosäurereste unmittelbar beteiligt: Glu35 und Asp52. Glu35 befindet sich in einer hydrophoben Tasche, der pKS-Wert der Carboxylgruppe beträgt ca. 6. Die Seitenkette von Asp52 befindet sich hingegen in einer hydrophilen Umgebung; der pKS-Wert der Carboxylgruppe beträgt ca. 4,5. Für die Katalyse muss die Carboxylgruppe von Glu35 protoniert, die von Asp52 deprotoniert vorliegen. Aus diesen Verhältnissen resultiert das pH-Optimum von 5,5.

Als Ribozyme werden katalytisch aktive RNA-Strukturen bezeichnet. Die RNA kann hierbei frei oder im Komplex mit Proteinen vorliegen. Maßgeblich für die Einteilung als Ribozym ist, dass die Katalyse durch die RNA erfolgt. Beispiele hierfür sind z.B. die Spleißreaktionen im Spleißosom (Prozessierung der prä-mRNA), Ribonuclease P oder das Ribosom (Katalyse der Transpeptidierung).
 

Ribozyme können analog zu den proteinogenen Enzymen durch Zerstörung der dreidimensionalen Struktur inaktiviert werden. Dies kann ebenfalls durch Hitze, Zusatz denaturierender Substanzen oder Inhibitoren erfolgen. Bei vielen Ribozymen ist dieser Vorgang reversibel. Die meisten Ribozyme benötigen Mg-Ionen oder andere zweiwertige Metall-Ionen für die Katalyse. Eine effiziente Inhibierung dieser Ribozyme erfolgt durch Zusatz M2+-bindender Chelatoren.