Kapitel 1: Die Zelle

Man unterscheidet die Zellen der Archaea, der Bacteria und der Eukarya. Traditionell werden Archaea und Bacteria als Prokaryoten zusammengefasst (Tab. 1.1).
 

Die Eucyte besitzt im Gegensatz zur Procyte einen komplexeren Zellaufbau. Innere Membranen bilden Kompartimente wie ER, Golgi-Apparat, Lysosomen und den Zellkern. Weitere Zellorganellen sind Mitochondrien, Chloroplasten und Peroxisomen. Ein ausgeprägtes Cytoskelett sowie echte Vielzelligkeit mit Zelldifferenzierung gibt es nur bei Eukaryoten. Prokaryoten teilen sich durch einfache Zweiteilung, bei eukaryotischen Zellen macht die größere DNA-Menge einen komplexen Mitoseapparat nötig. Bei Procyten kommt eine Syngamie von Zellen nicht vor, die Übertragung von genetischer Information von einer Zelle auf eine andere bleibt auf Konjugation beschränkt.
 

Die Kompartimentierung unterteilt die Zelle in Reaktionsräume, in denen verschiedene Stoffwechselvorgänge zeitgleich und hochreguliert ablaufen können (Prinzip der Arbeitsteilung). Außerdem können so die Reaktionsbedingungen für die einzelnen Stoffwechselreaktionen lokal optimiert werden (kurze Diffusionswege, Anreicherung von Zwischenprodukten, unterschiedliche pH-Werte). Bei Prokaryoten dagegen finden z.B. alle membranständigen Stoffwechselprozesse an der Cytoplasmamembran statt.
 

Ausgehend von einem Durchmesser von 2 μm bei einer Bakterienzelle wie E. coli und einem Durchmesser von 20 μm bei einer Leberzelle oder 100 μm bei einer Pflanzenzelle ergeben sich daraus nicht nur deutliche Größenunterschiede von 1:10 bzw. 1:50, sondern vor allem enorme Volumenunterschiede, da das Volumen mit der 3. Potenz wächst (Volumenunterschiede 1:1000 bzw. 1:125000). Die für den Austausch mit der Umwelt entscheidende Zelloberfläche dagegen wächst nur im Quadrat (Oberflächenunterschiede 1:100 bzw. 1:2500). Die Vergrößerung der Zelle geht also automatisch mit der Verkleinerung des Oberfläche/Volumen-Verhältnisses einher. Die eukaryotische Zelle kann das kompensieren, weil sie durch komplexe interne Membransysteme das Verhältnis von Oberfläche zu Volumen wieder vergrößert. Die inneren Membranen stehen untereinander und mit der Cytoplasmamembran in ständigem Austausch. Durch diese Prozesse können die Membranen im Inneren der Zelle die effektive Zelloberfläche für den Stoffaustausch mit der Außenwelt vergrößern. Für den Transport innerhalb der größeren Zelle entwickelte sich das Cytoskelett.
 

Atome 0,1 nm, Ribosomen 30 nm, Viren 20–200 nm, Bakterien 0,3–10 μm, Hefezelle 5 μm, tierische Zellen meist 8–20 μm, pflanzliche Zellen 20 μm–0,3 mm.
 

Vielzelligkeit setzt Zelldifferenzierung auf somatischem Niveau voraus. Unterschiedlich differenzierte Zellen exprimieren unterschiedliche Sätze von Genen. Eine steigende Anzahl von unterschiedlich differenzierten Zellen geht einher mit einer zunehmenden Diversifizierung von genregulatorischen Proteinen (Transkriptionsfaktoren). Vielzelligkeit benötigt interzelluläre Adhäsion, weshalb Adhäsionsmolekülen eine Schlüsselrolle zukommt. Mit zunehmender Anzahl von Zelltypen und Geweben steigt auch die Vielfalt an Zelladhäsionsmolekülen. Schließlich erfordert Vielzelligkeit den ständigen Informationsaustausch zwischen den Zellen. Es werden also Signalmoleküle sowie passende Rezeptoren und Signaltransduktionssysteme benötigt. Auch hier korreliert zunehmende Komplexität mit zunehmender Anzahl an Signalmolekülen. Alle drei Bedingungen, die Möglichkeit zur Zelldifferenzierung, Adhäsionsmoleküle und Signalmoleküle müssen am Beginn der Evolution der Vielzelligkeit bereits vorhanden gewesen sein.
 

0,2 mm (unbewaffnetes Auge);

Die für die Optik des Lichtmikroskops wichtigen Bestandteile sind das Okular, das Objektiv, der Kondensor (Glas-Linsensysteme) und die Lichtquelle. Beim TEM sind es das Projektiv (entspricht dem Okular), das Objektiv, der Kondensor (magnetische Linsensysteme) und eine Glühkathode als Elektronenstrahlquelle. Die Präparate befinden sich jeweils zwischen Kondensor und Objektiv.
 

Die für die Optik des Lichtmikroskops wichtigen Bestandteile sind das Okular, das Objektiv, der Kondensor (Glas-Linsensysteme) und die Lichtquelle. Beim TEM sind es das Projektiv (entspricht dem Okular), das Objektiv, der Kondensor (magnetische Linsensysteme) und eine Glühkathode als Elektronenstrahlquelle. Die Präparate befinden sich jeweils zwischen Kondensor und Objektiv.
 

Entscheidend für das Auflösungsvermögen des Lichtmikroskops ist die Wellenlänge des verwendeten Lichtes. Als Faustregel gilt, dass alle Strukturen, die kleiner sind als die halbe Wellenlänge des verwendeten Lichtes, auch bei ansonsten optimalen technischen Bedingungen nicht mehr aufgelöst werden können (Abbe’sche Beugungsgrenze). Bei Verwendung von Fluoreszenz und des STED-Prinzips (stimulated emisssion depletion) kann das Auflösungsvermögen theoretisch ad infinitum verbessert werden.
 

Bei der Fluoreszenzmikroskopie wird kurzwelliges Anregungslicht durch die Mikroskop-Optik auf eine biologische Probe gelenkt, wo sie langwelligere Fluoreszenz anregt. Die Anregung kann durch eine UV-Lampe oder durch einen Laser erfolgen. Es ist eine Reihe von Fluoreszenzfarbstoffen mit unterschiedlichen Anregungsenergien/spezifischen Fluoreszenzen (rot-grün-blau) erhältlich. Mit Hilfe von verschiedenen Filtersystemen wird die unspezifische Fluoreszenz ausgeschlossen. Die in der Probe angeregte spezifische Fluoreszenz kann schließlich durch die Mikroskop-Optik beobachtet oder mit lichtempfindlichen Kameras aufgenommen werden.
 

Bei der konfokalen Laser-Scanning-Mikroskopie (CLSM) wird ein Laserstrahl durch eine Lochblende und die Mikroskop-Optik auf die Probe gelenkt, wo er spezifische Fluoreszenz anregt. Die Fluoreszenz wird durch die Optik auf einen Detektor gelenkt, vor dem ebenfalls eine Lochblende sitzt. Diese ist mit der Laser-Lochblende konfokal, d.h. nur Fluoreszenz aus der Fokusebene gelangt auch auf den Detektor. Out-of-Focus-Fluoreszenz wird somit ausgeschlossen. Mit den CLSM erstellt man also optische Schnitte, die umso dünner sind, je stärker die Blenden zugezogen sind.
 

Die Anforderungen an die Bauweise des TEM und an die zu mikroskopierenden Präparate erklären sich aus den Eigenschaften der verwendeten Elektronenstrahlen. Diese sind so energiearm, dass sie durch Luftmoleküle abgelenkt würden. In der Mikroskopsäule muss daher ein Vakuum herrschen. Aufgrund der Verdunstungsgefahr können im Vakuum aber nur vollständig entwässerte Proben mikroskopiert werden. Der Elektronenstrahl ist auch nicht stark genug, "dicke Schnitte" (ab mehreren hundert Nanometern) zu durchdringen. Die Schnitte müssen daher ultradünn (50–100 nm) sein, dicke Schnitte für die Tomographie ca. 200 nm.
 

Sie wollen in der Nasenschleimhaut mit Hilfe der Immunfluoreszenzhistologie 2 Antigene gleichzeitig und natürlich getrennt sichtbar machen. Sie haben einen polyklonalen Hasenantikörper gegen Antigen 1 ( -Smellwell) im Kühlschrank und suchen in einem Katalog eines namhaften aber hier nicht genannten Unternehmens nach einem passenden Antikörper gegen Antigen 2 (Disgust1). Außerdem brauchen Sie noch sekundäre fluoreszenzmarkierte Antikörper. Beachten Sie bitte, dass die sekundären Antikörper aus dem gleichen Tier stammen sollten. Im Katalog finden Sie folgende Angebote: Anti-Disgust1 aus der Maus, Anti-Disgust1 aus dem Hasen, Ziege-anti-Maus IgG, gekoppelt an Cy3 (rote Fluoreszenz) Ziege-anti-Hase IgG, gekoppelt an Cy3 (rote Fluoreszenz) Ziege-anti-Maus IgG, gekoppelt an Alexa488 (grüne Fluoreszenz) Esel-anti-Maus Cy3 (rot), Esel-anti-Hase Alexa488 (grün), Esel-anti-Maus Alexa488 (grün) Treffen Sie Ihre Wahl. Gibt es nur eine Lösung?
 

Der Primärantikörper sollte nicht aus dem Hasen sein, da schon anti-β-Smellwell aus diesem Tier stammt, und eine eindeutig getrennte Detektion dann sehr schwierig ist. Daher kommt hier nur anti-Disgust1 aus der Maus in Frage. Bei den Sekundär-Antikörpern gibt es zwei Möglichkeiten:1) Ziege-anti-Hase Cy3 (für β-Smellwell, rot) und Ziege-anti-Maus Alexa488 (für Disgust1, grün)2) Esel-anti-Maus Cy3 (diesmal Disgust1 rot) und Esel-anti-Hase Alexa488 (und β-Smellwell grün).